Miten mikrobisolujen morfologiaa havaitaan mikroskoopilla?
Mikroskoopit keksittiin näkemään hymyileviä esineitä, joita ei voi nähdä paljaalla silmällä. Mikro-organismit ovat hyvin pieniä, joten niitä on suurennettava ja tarkkailtava mikroskoopin avulla. Lisäksi mikro-organismeja on monenlaisia, joten periaatteessa useimmat optiset mikroskoopit voivat tarkkailla mikro-organismeja. Seuraava kysymys on, minkä tyyppistä mikroskooppia tulisi käyttää minkälaisten mikro-organismien havainnointiin ja analysointiin. Yleisiä mikroskooppeja, joita voidaan käyttää mikrobien morfologian tarkkailuun, ovat biologiset mikroskoopit, faasikontrastimikroskoopit, käänteismikroskoopit, fluoresenssimikroskoopit, konfokaalimikroskoopit jne.
Seuraavassa kuvataan erilaisia mikroskooppeja, joita käytetään mikro-organismien tarkkailuun:
1. Tavallinen optinen mikroskooppi käyttää valonlähteenä luonnonvaloa tai valoa, ja sen aallonpituus on noin 0,4 μm. Mikroskoopin resoluutio on puolet aallonpituudesta eli 0,2 μm, ja pienin paljaalla silmällä näkyvä kuva on 0,2 mm. Siksi öljypeilin (immersio) käyttäminen suurentamiseen 1000-kertaiseksi voi suurentaa 0,2 μm:n hiukkaset 0,2 mm:iksi, jotka näkyvät paljaalla silmällä. Tavallisia optisia mikroskooppeja voidaan käyttää bakteerien, aktinomykeettien ja sienten havainnointiin.
2. Darkfield-mikroskopiaa käytetään yleisesti värjäytymättömien mikrobien morfologian ja liikkeen tarkkailuun. Kun tummakenttäkondensaattori on asennettu tavalliseen mikroskooppiin, valo ei pääse tunkeutumaan suoraan keskeltä ja näkökenttä on tumma. Kun näyte saa vinovaloa lauhduttimen reunasta, se voi sirota, jolloin tummalla kentän taustalla voidaan havaita kirkkaita mikro-organismeja, kuten bakteereita tai spirokeettoja.
3. Vaihekontrastimikroskooppi Vaihekontrastimikroskooppi käyttää vaihe-erolevyn valovaikutusta suoran valon valon vaiheen ja amplitudin muuttamiseksi sekä valon vaiheen eron muuttamiseksi valon intensiteetin eroksi. Faasikontrastimikroskoopilla valon kulkiessa värjäytymättömän näytteen läpi valofaasierot johtuvat näytteen eri osien tiheyden epäyhtenäisyydestä, jolloin voidaan havaita mikro-organismien morfologia, sisäinen rakenne ja liiketapa.
4. Fluoresenssimikroskooppi Fluoresenssimikroskooppi on periaatteessa sama kuin tavallinen optinen mikroskooppi, suurin ero on valonlähde, suodatin ja lauhdutin. Tällä hetkellä useimmat käyttävät epi-light-laitteita, ja valonlähteinä käytetään yleisesti korkeapaineisia elohopealamppuja, jotka voivat lähettää ultravioletti- tai siniviolettivaloa. Suodattimia on kahdenlaisia: virityssuodatin ja absorptiosuodatin. Yleisten kirkkaiden kenttien lauhduttimien lisäksi tummakenttäkondensaattoreita voidaan käyttää myös fluoresenssimikroskoopeissa, joissa käytetään sinistä valoa fluoresenssin ja taustan välisen kontrastin parantamiseksi. Tätä menetelmää voidaan soveltaa fluoresoivilla pigmenteillä värjättyjen tai fluoresoivien vasta-aineiden kanssa yhdistettyjen bakteerien havaitsemiseen tai tunnistamiseen.
5. Elektronimikroskoopit käyttävät elektronivirtaa valonlähteenä ja aallonpituus on kymmeniä tuhansia kertoja erilainen kuin näkyvä valo, mikä parantaa huomattavasti resoluutiota. Se käyttää myös magneettikelaa optisena vahvistusjärjestelmänä, ja suurennus voi olla kymmeniätuhansia tai satoja tuhansia kertoja. Sitä käytetään usein viruspartikkelien ja bakteerien ultrarakenteen havainnointiin.
Värjäämättömien mikrobinäytteiden tarkkailu:
Värjäämättömiä näytteitä voidaan yleensä käyttää bakteerien morfologian, voiman ja liikkeen tarkkailuun. Bakteerit ovat värittömiä ja läpinäkyviä värjäämättöminä, ja ne havaitaan mikroskoopilla pääasiassa bakteerien taitekertoimen ja ympäröivän ympäristön välisen eron perusteella. Bakteerit, joissa on siimat, liikkuvat voimakkaasti, kun taas bakteerit, joissa ei ole siipiä, osoittavat epäsäännöllistä Brownin liikettä. Elinkykyisillä bakteereilla, kuten Treponema pallidum, Leptospira ja Campylobacter, on erottuva muoto ja liikemallit, joilla on diagnostista merkitystä. Yleisesti käytettyjä menetelmiä ovat paineenpudotusmenetelmä, riippupudotusmenetelmä ja kapillaarimenetelmä.
1. Levitä vaseliinia puhtaan koveran lasin koveran reiän ympärille ripustuspudotusmenetelmällä, ota rokotussilmukalla bakteerisuspensiorengas ja aseta se kansilasin keskelle ja kohdista sitten koveran lasin kovera reikä pisara kansilasin keskelle ja peitä se, käännä se sitten nopeasti ympäri, paina kansilasia kevyesti, jotta se tarttuu tiukasti vaseliiniin koveran reiän reunassa, ja tarkkaile suurennosmikroskoopilla (tai tumma kenttä).
2. Ota rengas bakteerisuspensiota, jossa on inokulaatiosilmukka ja aseta se puhtaan lasilevyn keskelle paineenpudotusmenetelmällä ja peitä bakteerisuspensio varovasti peitelasilla välttäen kuplia ja bakteerisuspension ylivuotoa. . Kun olet seisonut paikallaan muutaman sekunnin ajan, tarkkaile sitä tehokkaalla mikroskoopilla kirkkaassa kentässä (tai pimeässä kentässä).
3. Kapillaarimenetelmää käytetään pääasiassa anaerobisten bakteerien kinetiikan tutkimiseen. Valitse yleensä 60~70mm pitkä. Kun anaerobinen bakteerisuspensio on sifonoitu kapillaarin läpi, jonka aukko on 0.5-1,0 mm, sulje kapillaarin kaksi päätä liekillä. Kapillaari kiinnitettiin lasilevylle muovipaperilla ja tarkkailtiin tehokkaan linssin alla pimeässä kentässä.
Värjäytyneiden mikrobinäytteiden tarkkailu mikroskoopilla:
Kun bakteerinäyte on värjätty, johtuu bakteerien ja ympäröivän ympäristön välisestä terävästä värierosta, bakteerien morfologisista ominaisuuksista (kuten koko, muoto, järjestys jne.) ja eräistä erityisrakenteista (esim. kapseleina, flagellana, itiöinä jne.) voidaan selvästi havaita tavallisella optisella mikroskoopilla, ja bakteerit voidaan luokitella ja tunnistaa värjäytymisreaktiivisuuden mukaan.
(1) Bakteerivärjäyksen yleinen menettely Bakteerivärjäyksen yleinen menettely on: sively (kuivaus) - kiinnitys - värjäys.
1. Smear Veren, eritteiden, eritteiden, pistonesteen ja nesteviljelmän valmistaminen sekä ohutkalvosuovutusten ohjaaminen lasilevyille; ruumiinavaus tai tartunnan saaneet eläinkudokset, voitele leesio vanupuikolla näytteenottoa varten. Kun valmistetaan bakteeripesäkkeitä tai nurmikot kiinteällä alustalla, ota ensin inokulointisilmukkaa normaalia suolaliuosta ja aseta se lasilevyn keskelle, ja käytä sitten steriiliä rokotussilmukkaa ottaaksesi pienen määrän viljelmää ja jauhaaksesi. tasaisesti normaalissa suolaliuoksessa, levitä se 1 cm2 päällystetylle pinnalle ja anna kuivua luonnollisesti huoneenlämmössä tai hitaasti kuivua etäällä.
2. Kiinnityksen tarkoituksena on tappaa bakteereja, koaguloida bakteeriproteiinia ja rakennetta sekä helpottaa värjäytymistä; edistää bakteerien kiinnittymistä objektilasiin, jotta vesi ei huuhtoudu pois pesun aikana; muuttaa bakteerien läpäisevyyttä väriaineille, mikä on hyödyllistä bakteerien solunsisäisten rakenteiden värjäytymiselle. Se kiinnitetään yleensä liekillä kuumentamalla, ja kuivattu sively levitetään nopeasti liekin läpi 3 kertaa. On parempi olla polttamatta ihoa käden takaosassa, kun se koskettaa liukumäkiä.
3. Värjäys Valitse värjäykseen eri värjäysmenetelmiä eri tarkastustarkoituksiin. Lisää värjäyksen aikana väriliuosta tipoittain peittävyyden lisäämiseksi.
4. Peittaus Mitä tahansa ainetta, joka voi lisätä väriaineen ja värjätyn esineen välistä affiniteettia, kiinnittää väriaineen värjättyyn esineeseen ja aiheuttaa muutoksia solukalvon läpäisevyydessä, kutsutaan peittaukseksi. Yleisesti käytettyjä ovat aluna, tanniinihappo, metallisuolat ja jodi jne., ja kuumennusta käytetään myös värjäytymisen edistämiseen. Peittausaineita voidaan käyttää primäärivärjäyksen ja vastavärjäyksen välillä, ja niitä voidaan käyttää myös fiksaation jälkeen tai kiinnitysaineessa ja värjäyksessä.
5. Värinpoisto Mitä tahansa kemiallista ainetta, joka voi poistaa värjätyn esineen värin, kutsutaan värinpoistoaineeksi. Etanolia, asetonia jne. käytetään yleisesti värinpoistoaineina. Värinpoistoaine voi havaita bakteerien ja väriaineiden yhdistelmän stabiilisuusasteen, jota voidaan käyttää differentiaalivärjäykseen.
6. Vastavärjäys Bakteerit tai niiden rakenteet, joista on poistettu väri, vastavärjätään usein vastavärjäysliuoksella tarkkailun helpottamiseksi. Vastavärjäysliuoksen väri eroaa ensisijaisen värjäysliuoksen väristä terävän kontrastin muodostamiseksi. Vastavärjäys ei saa olla liian voimakas, jotta se ei peitä alkuperäisen värjäyksen väriä.
